ESTRUCTURA Y MORFOLOGÍA BACTERIANA
MORFOLOGÍA:
Microscópica:
La forma de las bacterias
al microscopio está determinada por la rigidez de su pared celular.
Básicamente, se diferencian según su forma en cocos (esférica u
ovalada), bacilos (cilíndrica o de bastones; rectos o curvos) y
espirilos (espiral); dentro de estas últimas se encuentran:
Treponema, Borrelia y Leptospira. Las espirilos varían en el número
de vueltas, desde pocas (Borrelia) a muchas (Treponema).
Las bacterias pueden
mantenerse unidas unas con otras después de la división celular,
pero conservando siempre la independencia celular. Si el plano de
división es único, podemos encontrar diplococos o cocos en cadena
(microorganismos del género Streptococcus). Si los planos de
división son muchos, los cocos pueden agruparse en tétradas o en
racimos (Staphylococcus). Los bacilos pueden ser muy cortos
(cocobacilos) o muy largos. Sus extremos pueden ser redondeados o
rectos; pueden estar aislados, en cadenas, en filamentos o formando
letras chinas (Corynebacterium). Los bacilos curvos pueden tener
forma de coma (Vibrio cholerae).
La morfología bacteriana
debe ser observada con el microscopio óptico o el microscopio
electrónico, dado el tamaño pequeño de estos microorganismos. El
más usado en el laboratorio es el microscopio óptico de campo
claro, pero existen otros como el microscopio óptico de campo oscuro
en los que los organismos aparecen brillantes en fondo oscuro. Este
micros- copio permite la visualización de bacterias difíciles de
colorear como el Treponema pallidum, agente de la sífilis.
Las bacterias pueden
observarse sin tinción (examen en fresco) si se las coloca en
glicerol o soluciones no acuosas que aumenten el índice de
refracción o con tinción usando distintas coloraciones que mejoran
su visualización ya que son células incoloras. Dichas tinciones se
basan en la afinidad que presentan los colorantes por las estructuras
bacterianas. Los colo- rantes catiónicos por ejemplo, son atraídos
por los componentes de carga negativa como los ácidos nucleicos y
los polisacáridos. Ejemplo de este tipo son: el azul de metileno, el
cristal violeta y la safranina.
El examen en fresco no es
el más usado para observar la morfología bacteriana porque las
bacterias tienen citoplasma incoloro y su índice de refracción no
difiere mucho del vidrio y del agua. Con esta técnica se puede
verificar la existencia de bacterias y evidenciar su capacidad para
moverse. El examen en fresco también puede ser usado con técnicas
especiales como la tinción con tinta china que nos permite
determinar la presencia de cápsula rodeando la bacteria. También
puede usarse en el microscopio de campo oscuro por ejemplo para
observar Treponemas o Leptospiras con su movimiento característico.
Las coloraciones que se
usan para teñir los preparados de bacterias, se pueden dividir en:
simples, diferenciales y especiales. Las primeras, por ejemplo el
azul de metileno, nos permiten observar la existencia de bacterias,
su morfología, su agrupación, la presencia de esporos y la
existencia de otros tipos celulares. Las diferenciales (por ejemplo
la coloración de Gram y la de Ziehl Nielseen) además de lo
anterior, permiten la diferenciación de las bacterias porque usan
diferentes colorantes que se comportan distinto según el
microorganismo en cuestión. Las tinciones especiales se usan para
objetivar distintas estructuras como la cápsula, el núcleo, los
flagelos, los esporos, etc.
Antes de la coloración
hay que realizar la preparación y la fijación del frotis. La prepa-
ración del frotis consiste en extender homogéneamente la muestra
(por ejemplo un cultivo bacteriano) o una suspensión de la misma
sobre una lámina. Una vez preparado el frotis debe secarse y
fijarse (por ejemplo con calor).
Con la fijación del
frotis se pretende obtener la muerte de los microorganismos, la
adhesión a la lámina y la conservación de su morfología. Después
de preparar y fijar el frotis, se puede realizar cualquier tipo de
coloración (simple o diferencial).
La coloración de Gram es
la más usada en bacteriología; debe su nombre a quién la des-
cribió en 1884. Es una coloración diferencial, dado que las
bacterias pueden clasificarse según su respuesta en grampositivas o
gramnegativas. Las primeras se tiñen de color azul violeta y las
segundas adquieren un color rosado o rojo. La diferente reacción de
las bacterias a la coloración de Gram se relaciona con diferencias
fundamentales de la envoltura celular de estas dos clases de
células.
Macroscópica:
La mayoría de las
bacterias se multiplican rápidamente y son visibles como colonias
cuando se las siembra en medios de cultivo sólidos adecuados.
Requieren una incubación de aproximadamente 24 horas en una
atmósfera que favorezca su desarrollo, a temperatura óptima.
Existen excepciones como M. tuberculosis, que requiere para su
desarrollo de dos a ocho semanas de incubación. Una colonia está
constituida por los descendientes de una o unas pocas células.
Las características de
la colonia también dependen de la movilidad de la bacteria. El
tamaño puede variar desde 0.5 mm (Haemophilus sp. o N. gonorrhoeae)
a más grandes como las ente- robacterias. La forma de la colonia
puede ser circular (Staphylococcus), irregular o filamentosa
(Bacillus). Los bordes pueden ser ondulados (característicos de los
bacilos largos como Bacillus anthracis), en sierra o dentados
(Yersinia pestis) o lisos (por ejemplo Proteus vulgaris o Esche-
richia coli). La superficie de la colonia también es orientadora y
puede ser: plana, convexa, mamelonada, umbilicada (S. pneumoniae).
En relación al pigmento que adquieren, éste puede ser: verde (P
aeruginosa), amarillo (S. aureus), grisáceo (N. meningitidis).
También es diferente el comportamiento frente a la luz: brillante
(Streptococcus) u opaca (Staphylococcus). Pueden presentar olores
particulares como el frutal de P aeruginosa o el putrefacto de los
anaerobios.
Por último hay que
destacar la consistencia: mucoide (M), liso (S) o rugoso (R). Las
colonias M tienen aspecto acuoso, brillante, propio de las bacterias
capsuladas o que forman cubiertas polisacáridas como Klebsiella
pneumoniae, Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae. Los
polímeros capsulares pueden ser específicos de grupo y son
generalmente antigénicos. Entre las bacterias patógenas, las
formas capsuladas suelen ser más virulentas. Por otra parte, las
colonias S son de aspecto homogéneo, de textura uniforme y son
características de microorganismos de tipo salvaje recientemente
aislados de su hábitat natural como las enterobacterias.
Las colonias R son de
aspecto granulado, en general son cepas mutantes que carecen de
proteínas o polisacáridos de superficie. Las formas R de
enterobacterias, por ejemplo, generalmente no son virulentas, en
oposición a la mayor resistencia de las bacterias procedentes de
colonias S de tipo salvaje. Un cuarto tipo de colonia es la L y se
asocia a la ausencia de la pared celular como resultado de la
exposición a antibióticos; en general estas formas vuelven a
sintetizar la pared celular una vez que el fármaco se extrae del
medio.
Estructura bacteriana :
Las diferentes
estructuras bacterianas que observamos (ver figura 2) las podemos
dividir, según sean constantes en las células o no, en estructuras
permanentes o variables. Dentro de las primeras se destaca: la pared
celular, la membrana celular, los ribosomas y el material genético.
Las estructuras variables son: los flagelos, las fimbrias o pilis, la
cápsula y los esporos. Estructuras variables, son aquellos que
existen en algunas bacterias pero no en todas; un mismo grupo
bacteriano o una misma cepa bacteriana las puede presentar o no,
dependiendo de las condiciones en donde se desarrolle. Las
estructuras variables no resultan esenciales para la vida de la
bacteria.
Además podemos
clasificar las estructuras bacterianas en internas o citoplásmicas y
ex- ternas o de la envoltura celular. Dentro de las internas
destacamos el material genético, los ribosomas y los cuerpos de
inclusión. La envoltura celular engloba la membrana plasmática, la
pared celular que la recubre, la cápsula y los apéndices como
fimbrias o pilis y flagelos. Contiene los sitios de transporte para
nutrientes, interviene en la relación huésped parásito, es blanco
de las reacciones del sistema inmune y puede contener estructuras
tóxicas para el huésped.
ESTRUCTURAS INTERNAS O
CITOPLASMÁTICAS
Están inmersas en el
citoplasma, solución acuosa y viscosa que contiene solutos orgánicos
e
inorgánicos y elementos
especializados como los ribosomas y los cuerpos de inclusión.
Material genético
Ácido
desoxirribonucleico cromosómico
El ADN tanto procariota
como eucariota se compone de dos cadenas helicoidales de nu-
cleótidos de purina y de
pirimidina, unidos entre sí por enlaces de hidrógeno, formando una
doble hélice según el
modelo de Watson y Crick.
Las bacterias no poseen
membrana nuclear, nucléolo ni aparato mitótico y nunca confi-
guran una masa
cromosómica definida. Esto las diferencia de las células
eucariotas. Aunque
no existe un núcleo
delimitado, hay una zona nuclear o nucleoide.
Su material genético
está constituido por una molécula de ADN circular enrollado sobre
sí mismo, asociado a
proteínas básicas que no constituyen verdaderas histonas.
Plásmidos
Constituyen el material
genético extracromosómico. Están constituidos por secuencias
cortas
de ADN circular
bicatenario, que pueden existir y replicarse independientemente del
ADN
cromosómico y son
heredados por las células hijas. Aunque no son esenciales para la
vida de
la bacteria, generalmente
proveen a ésta una ventaja selectiva, por ejemplo: resistencia a los
antibióticos, nuevas
capacidades metabólicas, patogénicas (cuando codifican para
factores de
virulencia como toxinas,
etc.) u otras numerosas propiedades. Pueden transferirse de bacteria
a bacteria mediante un
proceso denominado conjugación.
Ribosomas
Libres en el citoplasma,
están compuestos por proteínas y ácido ribonucleico (ARN); su
coeficiente de
sedimentación es de 70S (a diferencia de la célula eucariota que es
de 80S)
con dos subunidades de
50S y de 30S. Pueden presentarse aislados o como polirribosomas,
asociados a ARN mensajero
(ARNm) y a ADN cromosómico. Un mismo ARNm puede ser
traducido por varios
ribosomas simultáneamente durante la síntesis proteica. Los ARNm
bacterianos difieren en
el número de proteínas para las que codifican. Algunos representan
un único gen
(monocistrónicos), otros, la mayoría, tienen secuencias que
codifican para más
de una proteína
(policistrónicos).
Su función es la
síntesis proteica y su cantidad aumenta cuando la bacteria crece en
medios ricos. Su alto contenido de sustancias ácidas los hace
sensibles a la tinción con colorantes
positivos o básicos como
el cristal violeta y el azul de metileno.
Cuerpos de inclusión
Son gránulos de material
orgánico o inorgánico, algunas veces rodeados de membrana. En
general funcionan como
almacenamiento de compuestos energéticos que son usados como
fuente de energía
(polisacáridos, lípidos, polifosfatos). El glucógeno constituye el
principal
elemento almacenado por
las enterobacterias (40% de su peso). Algunas pseudomonas acu-
mulan carbono como ácido
poli-α-hidroxibutirato y las micobacterias contienen gránulos de
polifosfato. Con
frecuencia las inclusiones pueden verse directamente con el
microscopio de
luz sin tinciones
especiales.
ESTRUCTURAS EXTERNAS O
DE LA ENVOLTURA CELULAR
Membrana celular
Es una estructura vital
para la bacteria. Representa una barrera que separa el interior del
exterior celular.
Consiste en una bicapa
lipídica similar a otras membranas biológicas, compuesta por
fosfolípidos
anfipáticos; no posee esteroles a diferencia de las eucariotas (con
la excepción de
los mycoplasmas). La
membrana se halla estabilizada por puentes de hidrógeno,
interacciones
hidrofóbicas y cationes
como el calcio y el magnesio que se combinan con los fosfolípidos
car-
gados negativamente.
Insertas en ella se encuentran múltiples proteínas transmembrana,
que
facilitan el transporte
de sustancias hidrofílicas a través de ésta. Como las bacterias no
poseen
membranas internas todos
los sistemas de fosforilación, oxidación y transporte de electrones
(citocromos) para la
producción de energía se encuentran a nivel de la membrana celular.
Los mesosomas son
invaginaciones de la membrana plasmática que forma vesículas,
túbulos
o lamelas. Aunque se han
investigado durante años, su función exacta aún se desconoce;
pueden estar involucrados
en la formación de la pared celular durante la división celular o
en
la replicación del
cromosoma y su distribución a las células hijas. Algunos autores
consideran
que los mesosomas son
artefactos generados durante la fijación química de las bacterias
para
su observación en el
microscopio electrónico. Es necesario realizar más investigaciones
para
solucionar esta polémica.
La membrana celular
cumple la función de barrera osmótica, tiene permeabilidad selec-
tiva y permite el ingreso
de nutrientes y la salida de desechos por mecanismos de transporte
activo y pasivo. En ella
se encuentran los sistemas de fosforilación oxidación y el
transporte de
electrones para la
producción de energía; además tiene las enzimas necesarias para la
síntesis
de lípidos, de la pared
celular (por ejemplo, el bactoprenol), de la cápsula, etc.
Finalmente la
membrana contiene
moléculas receptoras especiales que ayudan a las bacterias a
detectar y
responder a sustancias
químicas del medio externo.
Pared celular
Ubicada por fuera de la
membrana plasmática, es una estructura vital para las bacterias que
la poseen. Los fármacos
que bloquean su formación producen la lisis y muerte de las
bacterias
susceptibles. Excepto los
mycoplasmas todas las bacterias tienen una pared celular que les da
forma y las protege de la
lisis osmótica. La pared celular de muchos microorganismos patógenos
tiene componentes que
contribuyen a su patogenicidad. La pared puede proteger a la célula
de las sustancias tóxicas
y es el sitio de acción de algunos antibióticos.
Después de que Christian
Gram en 1884 desarrollase la tinción que lleva su nombre, se
comprobó que las bacterias podían clasificarse en dos grupos
principales, según su respuesta
a esta coloración. Las
bacterias grampositivas se tiñen de color azul violeta y las
gramnega-
tivas adquieren un color
rosa o rojo. La diferencia estructural verdadera entre ambos grupos
se puso de manifiesto con
el desarrollo del microscopio electrónico. La pared de una célula
grampositiva está
formada por una única capa homogénea de 20 a 80 nm de grosor de
pepti-
doglicano o mureína,
situada por fuera de la membrana celular. Por el contrario, la pared
de la
célula gramnegativa es
más compleja; posee una capa de 2 a 7 nm de grosor de peptidoglicano
rodeada por una membrana
externa.
En las microfotografías
electrónicas se observa un espacio entre la membrana plasmática
y la externa de las
bacterias gramnegativas y, a menudo entre la membrana plasmática y
la
pared celular en las
grampositivas. Dicho espacio se denomina espacio periplásmico y está
ocupado por un gel, el
periplasma. El espacio periplásmico de las bacterias gramnegativas
contiene muchas proteínas
que participan en la captación de nutrientes, por ejemplo enzimas
hidrolíticas (proteasas,
lipasas, fosfatasas, β-lactamasas) que convierten las macromoléculas
en productos más
pequeños que pueden ser metabolizados por la bacteria. El espacio
peri-
plásmico contiene
también enzimas que participan en la síntesis del peptidoglicano y
en la
modificación de
compuestos tóxicos que podrían lesionar la célula. En especies
patógenas,
también encontramos a
ese nivel factores de virulencia como colagenasas, hialuronidasas y
proteasas. Es posible que
las bacterias grampositivas no tengan un espacio periplásmico
visible
y secretan enzimas
denominadas exoenzimas, que corresponderían a las periplásmicas de
las
bacterias gramnegativas.
El peptidoglicano o
mureína es un gran polímero compuesto por muchas subunidades
idénticas.. El polímero
contiene dos aminoazúcares: N-acetilglucosamina
y ácido
N-acetilmurámico; unidos entre sí en la posición β1-4. El
esqueleto de este polímero
está formado por
residuos alternantes de N-acetilglucosamina y ácido
N-acetilmurámico.
Una cadena peptídica de
cuatro aminoácidos D- y L- alternantes está conectada a un grupo
carboxilo del ácido
N-acetilmurámico. Los tetrapéptidos de una y otra cadena de
peptidogli-
cano se unen entre sí
por puentes peptídicos.
Existen diferencias en el
espesor de esta capa de peptidoglicano. Las bacterias gramposi-
tivas tienen una capa
gruesa de 0,02 a 0,06μm en forma de capas múltiples, mientras que
las
bacterias gramnegativas y
las ácido alcohol resistentes tienen una capa fina de
peptidoglicano,
de 0,01 μm
aproximadamente.
En el momento de la
división celular se debe formar una nueva pared celular. En la pared
de la célula en
división, enzimas producidas por la misma bacteria (autolisinas),
forman como
brechas en la “vieja
pared”. Es en esas brechas o aberturas donde se agrega el
peptidoglicano de la
nueva pared en formación.
A nivel del citoplasma,
se forma un precursor o unidad monomérica con uridin-difosfato
ácido N-acetilmurámico
(UDP-N-AcM). Los aminoácidos son adheridos secuencialmente al
UDP-N-AcM hasta formar
una cadena de pentapéptidos con dos D-alanina terminales.
La segunda etapa en la
síntesis de la pared celular se produce en la membrana plasmática,
donde se encuentra el
transportador lipídico: bactoprenol. El pentapéptido
N-acetilmurámico
se transfiere desde el
UDP al bactoprenol y luego una molécula de N-acetilglucosamina se
une al complejo
pentapéptido N-AcM a través de este último. El bactoprenol
transporta el
bloque formado a través
de la membrana plasmática.
Cuando llega al espacio
periplásmico estos bloques de disacáridos son colocados en las
brechas ya formadas y
unas enzimas denominadas ligasas unen los monómeros a una cadena
de peptigoglicano en
crecimiento. El paso final y fundamental para una correcta función
de la pared es la unión de las cadenas de peptidoglicano entre sí.
Dicho paso se conoce como
transpeptidación y
consiste en la unión de cadenas peptídicas adyacentes, mediante la
for-
mación de una unión
peptídica entre una D-alanina de una cadena y una L-lisina o ácido
diaminopimélico (DAP) de
otra cadena. Esta reacción de entrecruzamiento se hace con la
participación de
transpeptidasas también denominadas penicilin binding proteins
(PBP), ya
que son el sitio blanco
de acción de la penicilina y otros antibióticos β-lactámicos.
Éstos se
unen a las PBP impidiendo
la transpeptidación, provocando la lisis osmótica de las bacte-
rias. Esto se produciría
aparentemente por la semejanza estructural entre la penicilina y el
dímero D-ala-ala
reconocido por las PBP que hace que en presencia de penicilina, las
PBP
se “confundan” y
elaboren un complejo penicilina-enzima que resulta letal para la
bacteria
(en lugar del complejo
D-ala-enzima).
Estructura de la pared
celular de las bacterias grampositivas :
La gruesa pared celular
de las bacterias grampositivas está constituida principalmente por
peptidoglicano. Se cree
que ésta gruesa capa de peptidoglicano es la determinante de que
estas bacterias retengan
el cristal violeta de la coloración de Gram.
Sin embargo, estas
células contienen también una gran cantidad de ácido teicoico:
poli-
sacáridos que se unen al
ácido N-acetilmurámico o a los lípidos de la membrana plasmática.
En este último caso se
denomina ácido lipoteicoico. Tanto los ácidos teicoicos como los
lipoteicoicos, tienen la
función de estabilizar la pared celular. Además los ácidos
teicoicos
tienen un rol en la
virulencia de estos microorganismos, porque actúan como antígenos
de
superficie que se unen a
receptores específicos en las células del huésped.
La superficie externa del
peptidoglicano de las bacterias grampositivas está generalmente
cubierta de proteínas.
Los diferentes grupos de bacterias grampositivas y las diferentes es-
pecies difieren en la
composición de sus proteínas y de ácidos teicoicos; ésto es útil
para la
clasificación serológica
y la identificación bacteriana.
Estructura de la pared
celular de las bacterias gramnegativas :
Si observamos la pared de
las bacterias gramnegativas al microscopio electrónico podemos
observar tres zonas: la
membrana plasmática, el espacio periplásmico que incluye una fina
capa de peptigolicano y
la membrana externa. Esta última, exclusiva de las bacterias gramne-
gativas, es una bicapa
lipídica que difiere de otras membranas por su capa externa, que
está
constituida por una
molécula anfipática: el lipopolisacárido (LPS) o endotoxina.
Además del
LPS, la membrana externa
contiene fosfolípidos y proteínas que la unen al peptidoglicano.
El LPS está constituido
por tres partes: el lípido A, el polisacárido central o del core y
la
cadena lateral O. (Ver
figura 6). La región del lípido A está inmersa en la membrana
externa y
el resto de la molécula
del LPS sobresale de la superficie celular. El core o polisacárido
central
está unido al lípido A.
La cadena O u antígeno O, consiste en unidades repetidas de una
subu-
nidad tetrasacárida y es
muy variable en su composición entre las diferentes familias,
especies
y aún dentro de la misma
especie de bacterias gramnegativas; en cambio, el polisacárido del
core es constante para un
mismo género bacteriano. El polisacárido O por su variabilidad es
usado frecuentemente para
la clasificación serológica de las bacterias.
La mayoría de las
bacterias sintetizan moléculas de LPS con un antígeno O de longitud
completa, algunas
especies fabrican moléculas cortas de antígeno O y otras casi no lo
sintetizan.
Las formas con poco o
ningún antígeno O se conocen como rugosas, en oposición a las
formas
lisas productoras de
antígeno O de tamaño completo. Macroscópicamente se observan como
colonias de bordes
rugosos (LPS truncado) o colonias lisas (LPS completo).
Una de las funciones más
importantes de la membrana externa es servir como barrera
protectora. Evita o
disminuye la entrada de sales biliares, antibióticos y otras
sustancias
tóxicas que podrían
destruir o lesionar la bacteria. La membrana externa es más
permeable
que la plasmática y
permite el pasaje de pequeñas moléculas como glucosa y otros
monosacá-
ridos. Dicho pasaje se
debe a la presencia de porinas, proteínas integrales o transmembrana
que forman canales
estrechos por los cuales pasar moléculas menores de 600 a 700
dalton.
Moléculas mayores como
la vitamina B12 pueden atravesar la membrana externa por trans-
portadores específicos.
Esta membrana externa previene la pérdida de constituyentes como
las enzimas
periplásmicas.
Fundamento de la
coloración de Gram :
Es probable que la
diferencia entre las bacterias grampositivas y gramnegativas se deba
a la
naturaleza física de sus
paredes celulares. El peptidoglicano no se tiñe por sí mismo, más
bien
parece actuar como
barrera de permeabilidad para evitar la pérdida de cristal violeta.
Durante
el proceso de coloración
las bacterias se tiñen primero con cristal violeta y luego se tratan
con yoduro para favorecer
la retención del colorante. En la decoloración con etanol, se cree
que el alcohol contrae
los poros de la capa gruesa de peptidoglicano y se retiene el
complejo
colorante yoduro; así
las bacterias adquieren color violeta. Por el contrario, la capa de
pepti-
doglicano de las
bacterias gramnegativas es muy fina, con menos enlaces y con poros de
mayor
tamaño. Además, es
posible que le tratamiento con alcohol extraiga suficientes lípidos
de la
membrana externa como
para aumentar su porosidad. Por estos motivos el alcohol elimina
más fácilmente el
complejo cristal violeta yoduro en las bacterias gramnegativas.
Funciones de la pared
celular :
Otorga rigidez y da forma
a las bacterias y las protege de la lisis osmótica. Su importancia
clínica deriva de su
susceptibilidad a la acción de los antibióticos, dado que éstos
actúan sobre un blanco que no es propio del hombre y que es vital
para la vida bacteriana (poseen
toxicidad selectiva).
También actúa como filtro, impidiendo el ingreso de algunas
moléculas
y permitiendo la entrada
de metabolitos imprescindibles y agua. Contiene determinantes
patogénicos, como el
lípido A del LPS y estructuras antigénicas que sirven para
identificar y
clasificar a la bacteria
(antígeno O de las enterobacterias o polisacárido C del
Streptococcus
sp.). Podríamos decir
entonces, que la pared bacteriana es un gran mosaico de antígenos
que
son usados en la
clasificación y en la identificación bacteriana.
También antígenos de la
pared celular (antígeno O del LPS y proteínas de la membrana
externa), han sido
ensayados como inmunógenos en la producción de vacunas; por ejemplo
la
vacuna antimeningocócica
para el grupo B. La porción central del LPS o core, que es invaria-
ble entre las diferentes
bacterias y no es tóxica, también se ha ensayado como inmunógeno.
Principales efectos del
lipopolisacárido o endotoxina.
El LPS es termoestable,
resistente incluso a la esterilización con autoclave. Su actividad
endotóxica se asocia al
componente lipídico A, liberado cuando la célula se lisa como con-
secuencia de la
fagocitosis o de la acción antibióticos (de ahí el nombre de
endotoxina). Hoy
se sabe que la gravedad
del cuadro clínico depende de la cantidad de endotoxina circulante,
pudiendo determinar desde
un simple cuadro infeccioso con fiebre hasta sepsis, falla mul-
tiorgánica y muerte.
Pequeñas cantidades de
endotoxina provocan reacciones de alarma: fiebre, activación del
complemento por la vía
alternativa, activación de los macrófagos y estimulación de
linfocitos
B. En grandes dosis
produce shock e incluso la muerte.
Cuatro tipos de células
constituyen el blanco primario de la endotoxina: los fagocitos
mononucleares (macrófagos del bazo, de la médula ósea, de los
alvéolos pulmonares y de la
cavidad peritoneal,
monocitos de la sangre periférica y células de Kupffer), los
neutrófilos,
las plaquetas y los
linfocitos B. Es probable que éstas células tengan receptores de
endotoxina
específicos.
La endotoxina también
actúa como pirógeno, por lo tanto causa fiebre cuando se acumula
suficiente cantidad de
bacterias gramnegativas en los tejidos como para hacer contacto con
la circulación. La
fiebre se produce porque la endotoxina induce la liberación de
ciertas pro-
teínas conocidas como
pirógenos endógenos desde los fagocitos mononucleares. Los mejor
conocidos son la
interleuquina-1 (IL-1) y el factor de necrosis tumoral (TNF). Las
bacterias
grampositivas también
inducen fiebre, pero como carecen de endotoxina, son los componentes
de la pared celular los
que causan liberación de la IL-1 y del TNF.
La endotoxina activa el
complemento por la vía alternativa. Esto trae como consecuencia
la producción del
complejo de ataque a la membrana, la quimiotaxis de los fagocitos
(C5a
fundamentalmente) y la
opsonización (C3b). La activación del complemento conduce también
a un aumento de la
permeabilidad vascular (mediado por las anafilotoxinas C3a y C5a) y a
la
liberación de enzimas
lisosómicas desde los neutrófilos (desgranulación). Todos estos
efectos
producen la respuesta
inflamatoria.
La endotoxina activa los
macrófagos, es decir los estimula para que aumenten la producción
de enzimas lisosómicas,
aceleren la velocidad de la fagocitosis y secreten algunas hidrolasas
hacia el medio. La acción
de los macrófagos activados incluye la destrucción de ciertas
células
cancerosas, por lo que el
estudio de los derivados de endotoxina como potenciales agentes
antitumorales es un tema
de muchas investigaciones.
Cuando se libera la IL-1,
la endotoxina induce la división de los linfocitos B. Estos ma-
duran a células
productoras de anticuerpos y aumentan la resistencia a las
infecciones por
aumento del nivel de
anticuerpos.
Cuando se administran
grandes cantidades de endotoxina, se produce un shock endo-
tóxico, con frecuencia
letal, que se manifiesta por caída severa de la presión arterial y
un
fenómeno denominado
coagulación intravascular diseminada (CID), entre otros. El CID es
el
resultado del depósito
de trombos en los vasos de pequeño calibre, con el consiguiente daño
en las áreas privadas de
irrigación sanguínea; el consumo de plaquetas, así como de
factores
de la coagulación (II, V
y VII) excede la velocidad de producción la que conduce a hemorra-
gias internas y falla
orgánica (fundamentalmente en pulmón, riñón e hígado). La
endotoxina
contribuye a la
coagulación de la sangre de tres formas: activa el factor de Hageman
o factor
XII de la coagulación,
quien activa la vía intrínseca de la coagulación; provoca la
liberación
de gránulos de las
plaquetas que están involucrados en la coagulación y provoca la
liberación
de proteínas básicas de
los neutrófilos que estabilizan los coágulos de fibrina.
Hoy se cree que los
mediadores claves de la hipotensión inducida por la endotoxina son
el TNF y la IL-1. Un
punto de vista previo sostiene que la caída de la resistencia de los
vasos
periféricos se debe a la
acumulación de aminas vasoactivas (histamina y quinina).
Las bacterias
grampositivas no poseen endotoxina, pero pueden producir un cuadro
similar al del shock
endotóxico de las bacterias gramnegativas. Las mismas citoquinas que
se
liberan ante la presencia
del LPS, son liberadas ante la presencia de la pared de las bacterias
grampositivas,
produciendo los mismos efectos. A la luz de las investigaciones
actuales, los
fragmentos de
peptidoglicano y de ácidos teicoicos, juegan un papel semejante al
del LPS.
Si se inyectan a animales
tienen efectos similares a los producidos por la endotoxina de los
microorganismos
gramnegativos.
Estructura de la pared
celular de las bacterias ácido-alcohol resistentes :
Nos referiremos como
modelo de este grupo al género Mycobacterium. Además del peptido-
glicano, la pared celular
de las micobacterias tiene muchos glicolípidos como el complejo
lipídico
arabinogalactano y los ácidos micólicos, éstos últimos solo son
encontrados en las
Mycobacterium y las
Corynebacterium spp. Esta gran cantidad de lípidos hace que las
bacterias
ácido alcohol
resistentes no se tiñan o lo hagan mal con la coloración de Gram.
Para teñirla, se
recurre a coloraciones
con fucsina (colorante rojo), con calentamiento del colorante y luego
de este procedimiento
resisten la decoloración de una mezcla de alcohol y ácido, que
consti-
tuye la tinción de Ziehl
Nielseen. Esta gran cantidad de lípidos de la pared, 10% del total
del
peso de la micobacteria,
la protege de la acción deletérea de los componentes del fagolisoma
y, probablemente, sea la
razón por la que las micobacterias pueden sobrevivir dentro de los
macrófagos. Los
componentes de la pared de las micobacterias también tienen la
capacidad
de estimular al sistema
inmune, tanto es así que se usa para aumentar la producción de
anti-
cuerpos cuando se inyecta
antígenos proteicos, o sea, se usa como adyuvante. El adyuvante
de Freund tiene como
componente básico pared de micobacterias.
De todo lo expuesto se
desprende la importancia del conocimiento de las diferentes paredes
celulares de las
bacterias (grampositivas, gramnegativas y ácido alcohol resistentes)
a la hora
de estudiar mecanismos de
agresión, sensibilidad a los antibióticos, taxonomía,
clasificación
bacteriana,
identificación, etc.
Cápsula
Cuando existe está
ubicada por fuera de la pared celular. Las bacterias producen
material
capsular que, cuando se
asocia íntimamente a la superficie celular recibe el nombre de
cápsula.
Si su adherencia es débil
y de grosor variable, se conoce como limo.
Generalmente es de
naturaleza polisacárida (a excepción de la cápsula del Bacillus
anthracis
que es peptídica).
viabilidad celular, pero
sí con cambios de la morfología colonial y con la pérdida de la
viru-
lencia bacteriana.
La virulencia de algunos
patógenos se correlaciona con la presencia de cápsula, como
por ejemplo:
Streptococcus pneumoniae y Haemophilus influenzae tipo b. La cápsula
protege a
la bacteria de la
fagocitosis, principal mecanismo de defensa que pone en juego el
huésped
ante la presencia de
bacterias capsuladas. Una respuesta efectiva para defenderse de este
tipo
de bacterias implica la
producción de anticuerpos que se unan específicamente a la cápsula
facilitando la
opsonización y la fagocitosis.
De su capacidad
antigénica se desprende el uso de la cápsula para la producción de
diferentes vacunas que
estimulan la formación de anticuerpos específicos. Ejemplos de
ellas
son las vacunas: anti
neumocócica, anti Haemophilus influenzae tipo b y anti meningocócica
A, B y C.
Las bacterias que
producen cápsula forman en los medios sólidos colonias acuosas,
mucoide (M) o lisas (S),
en cambio, las cepas rugosas (R) no producen cápsula. La pérdida
de la capacidad de formar
cápsula por mutación S a R se correlaciona con la pérdida de la
virulencia y el aumento
de la susceptibilidad a la destrucción por los fagocitos; aunque no
afecta la viabilidad.
Muchas cepas bacterianas producen cápsula o limo cuando son aisladas
en cultivo por primera
vez a partir de un huésped. Con los reaislamientos sucesivos, dejan
de producirla, lo que
indicaría que la presencia de la cápsula no ofrece ventaja
selectiva invitro. Su producción está regulada genéticamente, de
forma que las bacterias la presentan
cuando es necesaria para
la supervivencia dentro del huésped.
La presencia de cápsulas
también se puede demostrar por tinción negativa con tinta
china. La tinta china no
penetra la cápsula pero delimita un contorno refringente alrededor
del cuerpo bacteriano en
un fondo oscuro.
Los antígenos capsulares
son muy útiles en la clasificación e identificación de diferentes
bacterias, por ejemplo:
Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae, Neisseria
meningitidis,
etc.
Fimbrias o pilis
Son estructuras
filamentosas, proteicas, que se diferencian de los flagelos por su
diámetro
(menor a 8 nm) y por no
poseer estructura helicoidal; no cumplen funciones de movilidad.
Son estructuras
variables, no vitales para las bacterias que las poseen.
Los pili comunes cumplen
funciones de adherencia a receptores específicos y superficia-
les, esto es importante
en las especies de relevancia clínica porque median la adherencia de
muchas bacterias a
determinados epitelios, jugando un papel fundamental en la
colonización.
Por ejemplo, las cepas de
Neisseria gonorrohoeae patógenas son aquellas que poseen fimbrias
que se adhieren
específicamente al epitelio uretral del hombre o al epitelio del
cérvix uterino
de la mujer. Las cepas de
E. coli capaces de causar infección urinaria tienen fimbrias que les
permiten adherirse
específicamente al epitelio del aparato urinario. También la E.
coli ente-
ropatógena (EPEC) tiene
fimbrias que le permiten adherirse al epitelio intestinal para luego
producir los cambios que
determinarán la diarrea.
Existen otras estructuras
llamadas pilis sexuales que son más largos y poca cantidad (dos
o tres por célula).
Estos intervienen en el intercambio genético entre bacterias, de
allí su
nombre. El apareamiento
de dos bacterias y la transferencia de ADN a través del pili sexual
se
conoce como conjugación.
Se transfiere material genético de una célula donadora (que posee
un plásmido F que
codifica el pili sexual, entre otras cosas) a una receptora. En
general el
material transferido es
un plásmido o una porción de cromosoma movilizada por un plásmido.
Una vez unidas las
bacterias los pilis sexuales se retraen, permitiendo que las células
se unan y
pase el ADN de la
donadora a la receptora, formándose una verdadera unión (puente)
entre
las membranas de las
células para el pasaje del ADN. La célula receptora está
estrechamente
emparentada con la
donadora y posee un receptor específico para los pilis sexuales.
Flagelos y filamentos
axiales .
Los flagelos son
filamentos proteicos, helicoidales, delgados y rígidos, de longitud
y diámetro
uniforme, responsables de
la movilidad de la bacteria. Los flagelos son tan delgados que no
pueden observarse
directamente con un microscopio de campo claro, deben teñirse con
téc-
nicas especiales para
aumentar su grosor. La estructura detallada de un flagelo puede verse
solo con el microscopio
electrónico; así es que se ha demostrado que el flagelo bacteriano
está
compuesto de tres partes:
el filamento, el gancho y el cuerpo basal. El primero sobresale de la
superficie de la bacteria
y se une a ese nivel con el gancho, que está fijo al cuerpo basal.
Éste
último está anclado en
la membrana plasmática y está compuesto por un cilindro y dos o más
juegos de anillos
contiguos a la membrana plasmática, el peptidoglicano y, en las
bacterias
gramnegativas, a la
membrana externa.
El filamento tiene forma
de hélice rígida y la bacteria se mueve cuando ésta gira, como
las hélices de un barco.
La dirección de la rotación flagelar determina la naturaleza del
mo-
vimiento bacteriano: la
rotación de los flagelos en dirección contraria a las agujas del
reloj permite el movimiento de avance, mientras que la rotación en
el sentido de las agujas del
reloj hace que las
células den vueltas.
Los flagelos pueden
variar en número, desde uno a cientos. Las especies bacterianas
difieren por sus modelos
de distribución de flagelos. Las monotricas (trichous: pelo) tienen
un solo flagelo que si se
sitúa en un extremo de la bacteria y se denomina polar. Las
bacterias
anfitricas (amphi: en
ambos lados) tienen un flagelo en cada polo bacteriano. En cambio,
las
lofotricas (lopho:
mechón) poseen un grupo o penacho de flagelos en uno o ambos
extremos.
Por último, en las
bacterias peritricas (peri: alrededor), los flagelos se distribuyen
uniforme-
mente en toda la
superficie bacteriana. Los modelos de distribución de los flagelos
son útiles
para identificar a las
bacterias.
Los flagelos no son
necesarios para la vida bacteriana. Su síntesis está regulada por
las
necesidades nutricionales
o el estado energético y ocurre por la adición de monómeros de
flagelina al extremo
distal de los flagelos en crecimiento. La síntesis del filamento es
un
ejemplo excelente de
autoensamblaje, es decir que la información necesaria para construir
el filamento está en la
propia estructura de la subunidad de flagelina; no colaboran enzimas
especiales u otros
factores. Las bacterias flageladas pueden buscar nutrientes o evitar
los
tóxicos siguiendo los
gradientes; la función flagelar se debe a respuestas quimiotácticas
y la
energía para el
movimiento proviene de una corriente de protones.
La movilidad y, por lo
tanto, la presencia de flagelos, constituye un factor de virulencia.
El antígeno flagelar
recibe el nombre de antígeno H. Las bacterias flageladas reaccionan
con antisueros
específicos para flagelos, provocando una aglutinación típica.
Las espiroquetas
(Treponemas, Leptospiras y Borrelias) se mueven en onda helicoidal;
dicho
movimiento les permite
penetrar en medios viscosos. Estas bacterias tienen filamentos
axiales
que no se extienden de un
polo a otro de la célula, sino que se originan en polos opuestos y
se superponen en el
centro de la célula, sin presentar conexiones entre sí.
ESPOROS
Algunas bacterias
grampositivas pueden formar una estructura especial inactiva de
resistencia,
denominada endospora o
espora. Se desarrollan dentro de células bacterianas vegetativas
(por eso la denominación
de endospora) de los géneros Bacillus y Clostridum entre otros.
Estas estructuras son
resistentes a situaciones vitales estresantes como el calor, la
desecación,
la radiación
ultravioleta, los ácidos y los desinfectantes químicos. Debido a su
resistencia y
al hecho de que varias
especies de bacterias formadoras de esporas son agentes patógenos
peligrosos, las esporas
tienen gran importancia en microbiología alimentaria, industrial y
médica. El conocimiento
de estas formas altamente resistentes al calor (pueden sobrevivir a
la cocción durante una o
más horas) fue esencial para el desarrollo de métodos adecuados
de esterilización para
medicamentos, alimentos, medios de cultivo microbiológicos, etc. En
el ambiente las
endosporas permiten la supervivencia de las bacterias cuando la
humedad o
los nutrientes son
escasos.
Se pueden observar con el
microscopio óptico y electrónico. Como las esporas son im-
permeables a la mayoría
de los colorantes, se observan como áreas incoloras dentro de las
células coloreadas.
Existen además coloraciones especiales para teñir los esporos. La
situación
de la espora en la célula
madre o esporangio, es característica para una especie bacteriana
determinada, siendo esto
importante para la identificación de la bacteria. Las esporas pue-
den estar en el centro de
la bacteria (C. perfringens), próxima a un extremo o subterminal
(C. botulinum) o en el
extremo, terminales (C. tetani). A veces la espora es tan grande que
deforma el esporangio (C.
Botulinum).
Dentro de una célula
vegetativa se produce una espora única, que se diferencia de la
célula madre en su
morfología y composición, en el aumento de la resistencia a los
ambientes
adversos y en la ausencia
de actividad metabólica evidente. El proceso incluye la formación
de numerosas cubiertas y
la captación de calcio con síntesis de ácido dipicolínico. Al
final de
la esporulación queda
una partícula deshidratada que contiene ADN genómico. Ese ADN se
vuelve resistente a la
desecación, al calor extremo, a la radiación y al ataque por la
mayoría
de las enzimas y agentes
químicos. Pueden permanecer en esta forma por años o convertirse
nuevamente en la forma
vegetativa idéntica a la que les dio origen; este proceso recibe el
nombre de germinación de
la espora. La germinación se produce por el calentamiento suave
o la presencia de
nutrientes determinados; la espora capta agua, se hincha, se
desprenden sus
cubiertas y se forma la
célula vegetativa idéntica a la original.
La estructura de la
espora es compleja y se distinguen de afuera hacia adentro: el
exosporio,
capa delicada y delgada;
la cubierta, compuesta por muchas capas de proteínas, puede ser
gruesa; la corteza,
constituida por peptidoglicano modificado, con menos enlaces que en
la
célula vegetativa, puede
ocupar la mitad del volumen celular; la pared celular de la espora
rodeando al protoplasto y
el protoplasto, conteniendo las estructuras celulares normales como
ribosomas y un nucleoide.
Aún no se ha determinado
por que la espora es tan resistente al calor y otros agentes
letales. El 15% del peso
seco de la espora consiste en ácido dipicolínico que forma
complejos
con iones de calcio.
Quizá el complejo dipicolinato cálcico estabilice los ácidos
nucleicos de
las esporas.
Recientemente se han descubierto en endosporas, proteínas pequeñas,
solubles
en ácido que se unen
específicamente al ADN, lo saturan y lo protegen del calor, la
radia-
ción, la desecación y
las sustancias químicas. La deshidratación del protoplasto parece
ser
muy importante en la
resistencia al calor. La corteza puede eliminar osmóticamente el
agua
del protoplasto y
proteger así a la célula del calor y la radiación. En resumen, la
resistencia al calor de las endosporas se produce por: estabilización
del ADN por dipicolinato cálcico y
proteínas solubles en
ácido, deshidratación del protoplasto y mayor estabilidad de las
proteínas
celulares en bacterias
adaptadas a crecer a temperaturas elevadas, entre otras.
La formación de esporas,
esporogénesis o esporulación, comienza cuando cesa el creci-
miento debido a una falta
de nutrientes. Los cambios que ocurren durante la esporulación son
el resultado del cese de
la función de ciertos genes vegetativos y de la expresión de nuevos
genes. La formación de
esporos se regula negativamente: la célula elabora un represor; a
partir
de algún componente del
medio, que impide la iniciación de la esporulación. Cuando este
compuesto se agota, se
libera la inhibición y se inicia la esporulación. El factor
específico que
regula la iniciación de
la esporulación es el trifosfato de guanosina (GTP). La disminución
del pool de GTP es
suficiente para iniciar la esporulación en algunas especies
bacterianas
estudiadas.
La transformación de
esporas inactivas en células vegetativas es casi tan compleja como
la
esporulación. Se
producen tres fases: activación, germinación y crecimiento. La
primera es un
proceso reversible que se
produce generalmente por calentamiento o por sustancias químicas.
Una endospora no
germinará satisfactoriamente, incluso en un medio rico en
nutrientes, si no
ha sido activada. En la
germinación termina el estado de reposo de la espora. Es un proceso
irreversible
desencadenado por la exposición del esporo activado a algunos
nutrientes y otros
estimulantes (alanina,
otros aminoácidos, nucleósidos y glucosa). Se caracteriza por
hincha-
zón de la espora, rotura
o absorción de la cubierta de ésta, pérdida de la resistencia al
calor
y otros factores
estresantes, pérdida de la refractariedad, liberación de los
componentes de
la espora y aumento de la
actividad metabólica. Por último, en el crecimiento, el protoplasto
de la espora sintetiza
nuevos componentes, emerge a partir de los restos de la cubierta de
la
espora y se transforma
nuevamente en una bacteria activa.
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